BIOQUIMICA CLINICA
Ofrecemos gran variedad de estudios para llegar al diagnostico adecuado de nuestros pacientes.
COMO REQUERIMOS LAS MUESTRAS EN LAB FOR VETS®:
En las muestras para bioquímica clínica se puede utilizar suero o plasma, sin embargo para muestras con suero (tubos vacutainer® o monovette® con tapón rojo) se debe esperar de 30 a 180 minutos para la formación del coagulo, por tal motivo en LAB FOR VETS® requerimos muestras que vengan en tubos con heparina de sodio (tubo de tapa verde), para agilizar el procesamiento de la muestra, de no ser posible se aceptaran muestras de suero a criterio del médico veterinario responsable. Las muestras de plasma o suero deberán estar protegidas de la luz cuando se trata de medir pigmentos biliares (bilirrubina) Si el interés es de medir colesterol o triglicéridos esta determinación será en el suero (tubos vacutainer® o monovette® con tapón rojo) y no en el plasma. Si el interés es medir glucosa es posible usar la heparina y puede ser analizada hasta 3 horas después de colectar. Sin embargo si se analiza en un tiempo superior a 3 horas la muestra deberá ser colectada en tubos con fluoruro de sodio (tubo tapa gris).
HEMOSTASIA
La hemostasia es el mecanismo que mantiene la fluidez de la sangre por los vasos, incluye el control de la hemorragia y la disolución del coagulo por medio de eventos mecánicos y bioquímicos. Una completa evaluación hemostática comprende: conteo plaquetario, evaluación de medula ósea (solo en caso de trombocitopenia o trombocitosis persistente), tiempo de sangramiento de mucosa oral (indicado solo en casos trombocitosis, 75.000 plaquetas/ul), tiempo de coagulación (TCa), tiempo de protrombina (TP), tiempo de tromboplastina parcial activada (TTPa) y fibrinógeno. El tiempo de coagulación activada debe ser hecho inmediatamente después de la colecta de sangre, si el médico veterinario quisiera hacer este examen puede comunicarse con nosotros y con gusto le explicaremos o puede llevar el paciente al laboratorio. En LAB FOR VETS® ofrecemos un completo perfil de hemostasia o coagulación que incluye hemograma completo, TP, TTPa y fibrinógeno.
COMO REQUERIMOS LAS MUESTRAS EN LAB FOR VETS®?
El citrato de sodio al 3.8% (tubos vacutainer® o monovette® con tapon azul), es el anticoagulante ideal para pruebas de coagulación (TP, TTPa) Es necesario que estos tubos tenga un recubrimiento de silicón, de lo contrario activan los factores de coagulación cuando la muestra entra en contacto con el vidrio del tubo, y disminuyen los tiempos de coagulación. La colecta no traumática es extremadamente importante pues la contaminación con tromboplastina tecidual puede prolongar el resultado del test por la activación del sistema extrínseco. Es necesario aclarar que la activación del factor XIII de la coagulación no es evaluada en este test. Para la evaluación de fibrinógeno requerimos muestras de sangre en tubos vacutainer® o monovette® con tapón lila o morada.
PCR EN TIEMPO REAL
🦠 Patogenia del Distemper Canino
| Fase / Tiempo | Eventos Principales | Signos clínicos asociados | |||
| 1. Infección inicial (0–3 días) | El virus ingresa por vía nasal/oral → infecto tejido linfoide del tracto respiratorio superior (amígdalas, tonsilas) | Asintomático o fiebre leve transitoria | |||
| 2. Diseminación linfática (3–6 días) | Replicación en ganglios linfáticos regionales → linfopenia → inmunosupresión | Fiebre, anorexia, letargia, leucopenia | |||
| 3. Viremia primaria (6–9 días) | Virus alcanza sangre → diseminación sistémica hacia órganos epiteliales y SNC | Signos respiratorios, digestivos (vómito, diarrea), hiperqueratosis nasal/almohadillas | |||
| 4. Infección del SNC (10–21 días o más) | Invasión de tejido nervioso (cerebro, médula espinal) → encefalitis desmielinizante | Signos neurológicos: mioclonos, convulsiones, ataxia | |||
| 5. Fase crónica o secuelas | Persistencia viral en SNC o estructuras dentales/tegumentarias | Hipoplasia del esmalte dental, signos neurológicos crónicos | |||
| 🧪 Muestras recomendadas según la fase del Distemper Canino | |||||
| Fase clínica / patogénica | Sitios de replicación viral principales | Muestras recomendadas para diagnóstico | Métodos útiles | ||
| Fase respiratoria inicial (0–6 días) | Tejido linfoide orofaríngeo y tracto respiratorio superior | – Hisopado conjuntival- Hisopado nasal- Hisopado faríngeo | PCR, inmunofluorescencia | ||
| Fase digestiva (viremia sistémica, 6–9 días) | Epitelio intestinal, placas de , linfonodos mesentéricos | – Heces frescas- Fragmentos de intestino delgado (yeyuno/íleon)- Linfonodos mesentéricos | PCR, inmunohistoquímica, histopatología | ||
| Fase neurológica (10–21 días o más) | SNC: cerebro, cerebelo, médula espinal | – Líquido cefalorraquídeo (LCR)- Tejido cerebral y medular (post mortem) | PCR, IHQ, histopatología | ||
| Fase crónica / secuelas | SNC, gérmenes dentales, epitelio nasal y de almohadillas | – Tejido cerebral (necropsia)- Dientes en desarrollo (hipoplasia esmalte)- Piel (trufa, almohadillas) | PCR, IHQ | ||
Distemper:
• Fase digestiva: 3 gramos de muestra obtenida en biopsia de epitelio intestinal, linfonódulos mesentéricos, 3 g de materia fecal, 1 ml sangre con EDTA.
- Fase nerviosa: 1ml LCR.
- Fase respiratoria: 1ml secreciones (hisopado conjuntival y faríngeo) en 1mL solución salina, 1 ml sangre con EDTA
🧬 Patogenia de Leptospira en perros
| Fase / Tiempo | Eventos patogénicos principales | Signos clínicos asociados | Sitio donde se encuentra la bacteria |
| 1. Entrada e infección inicial | La bacteria penetra por mucosas o piel lesionada; entra en la circulación sistémica. | Generalmente asintomático al inicio | Sangre |
| 2. Leptospirémica (bacteremia, días 1–7) | Multiplicación en sangre y órganos parenquimatosos (hígado, riñón, bazo). Inflamación y daño endotelial → vasculitis. | Fiebre, letargia, anorexia, vómito, leucocitosis | Sangre, hígado, riñón |
| 3. Fase inmunológica temprana (días 7–14) | El sistema inmune genera anticuerpos. La bacteria empieza a colonizar túbulos renales y excreción en orina. | Signos renales leves o digestivos, poliuria, hematuria | Riñón, orina |
| 4. Fase leptospiruria crónica | Persistencia en túbulos renales; excreción intermitente por orina. Puede generar daño tubular crónico. | Puede ser asintomático o mostrar enfermedad renal crónica | Riñón, orina |
| 5. Daño tisular y secuelas | Lesión endotelial → hemorragias, necrosis tubular renal, hepatocitosis. En casos graves: insuficiencia renal o hepática | Ictericia, uremia, hemorragias, enfermedad sistémica | Hígado, riñón, sangre |
🧪 Muestras recomendadas según fase de Leptospira
| Fase de la infección | Periodo | Sitios donde se encuentra la bacteria | Muestras recomendadas para laboratorio | Métodos diagnósticos |
| Fase leptospirémica (bacteriemia) | Días 1–7 post-infección | Sangre, hígado, riñón | – Suero sanguíneo – Sangre entera (EDTA para PCR) – Biopsia hepática o renal (post-mortem si es necesario) |
PCR (sangre), cultivo (difícil), MAT temprana |
| Fase inmunológica / leptospiruria temprana | Días 7–14 | Riñón, vejiga, orina | – Orina fresca (idealmente por cistocentesis) – Biopsia renal (post-mortem) |
PCR (orina), cultivo (orina), MAT (anticuerpos) |
| Fase crónica / leptospiruria persistente | >2 semanas | Túbulos renales → excreción intermitente | – Orina (varios días consecutivos) – Riñón (post-mortem) |
PCR seriada en orina, cultivo, MAT |
Leptospira:
Fase Leptospiremica: 1 ml de sangre con EDTA
Fase Leptospirurica: 1 ml de orina fresca
🧬 Patogenia de Ehrlichia canis
| Fase / Tiempo | Eventos patogénicos principales | Signos clínicos asociados | Sitios donde se encuentra la bacteria |
| 1. Fase aguda (1–3 semanas) | Infección tras picadura de garrapata portadora (Rhipicephalus sanguineus). E. canis infecta monocitos circulantes y se replica en nódulos linfáticos y bazo. | Fiebre, letargia, anorexia, linfadenopatía, hepatoesplenomegalia, trombocitopenia | Sangre periférica (monocitos), linfonodos, bazo |
| 2. Fase subclínica (3–9 semanas) | El huésped puede controlar parcialmente la infección; la bacteria persiste en monocitos y órganos linfoides. | Asintomático o signos leves intermitentes | Monocitos circulantes, bazo, médula ósea |
| 3. Fase crónica (>3 meses) | Persistencia de la infección → mielodisplasia, inmunosupresión y trombocitopenia severa. Daño multisistémico por inflamación y depósito inmunológico. | Anemia crónica, trombocitopenia, leucopenia, hemorragias, caquexia | Médula ósea, bazo, hígado, linfonodos, sangre (monocitos) |
🧪 Muestras recomendadas según fase de Ehrlichia canis
| Fase clínica / temporal | Sitio donde se encuentra la bacteria | Muestras recomendadas | Métodos diagnósticos |
| Fase aguda (1–3 semanas) | Monocitos circulantes, bazo, linfonodos | – Sangre periférica (EDTA) – Aspirado linfático o esplénico (si se realiza) |
PCR (detección de ADN), frotis sanguíneo (morulae en monocitos, baja sensibilidad), serología temprana (IFA, ELISA) |
| Fase subclínica (3–9 semanas) | Monocitos, bazo, médula ósea | – Sangre periférica (repetida) – Aspirado esplénico o medular si hay síntomas |
PCR (detección de ADN), serología (anticuerpos) |
| Fase crónica (>3 meses) | Médula ósea, bazo, hígado, linfonodos, sangre (monocitos persistentes) | – Sangre periférica (PCR puede ser intermitente) – Aspirado médula ósea o bazo (post-mortem si es necesario) |
PCR seriada, serología (IFA/ELISA), hemograma completo para trombocitopenia y anemia |
Ehrlichiosis:
Fase aguda: 1 ml de sangre con EDTA
Fase subclínica: 1 ml de sangre con EDTA, aspirado de bazo, aspirado de médula ósea
Fase cónica: 1 ml de sangre con EDTA, aspira de bazo, hígado, linfonodulos, médula ósea.
🧬 Patogenia de Anaplasma platys
| Etapa / Mecanismo | Descripción | Consecuencia clínica / laboratorio |
| Transmisión | Picadura de garrapata Rhipicephalus sanguineus | Inoculación del parásito en el perro |
| Invasión celular | El microorganismo infecta plaquetas circulantes | Aparición de mórulas visibles en frotis |
| Multiplicación intracelular | Replicación dentro de plaquetas | Destrucción de plaquetas infectadas |
| Eliminación por sistema inmune | Bazo y sistema fagocítico eliminan plaquetas parasitadas | Trombocitopenia |
| Respuesta inmunomediada | Formación de anticuerpos anti-plaquetas | Agravamiento de la trombocitopenia |
| Ciclos de infección | Cada 1–2 semanas se repite la replicación y destrucción | Trombocitopenia cíclica |
| Manifestaciones clínicas | Petequias, equimosis, epistaxis, hemorragias mucosas (no siempre presentes) | Síndrome hemorrágico variable, a menudo subclínico |
🧪 Muestras recomendadas según fase de Anaplasma platys
| Fase de infección | Muestra recomendada | Prueba diagnóstica | Objetivo / Comentarios |
| Aguda (1–3 semanas) | Sangre EDTA | Frotis sanguíneo | Detectar mórulas intracitoplasmáticas en plaquetas |
| Sangre EDTA | PCR | Detección directa de ADN bacteriano | |
| Suero | Serología (IgM/IgG) | Detección temprana de anticuerpos; puede ser negativo en los primeros días | |
| Crónica / subclínica | Sangre EDTA | PCR | Confirmar portador; bacteriemia intermitente |
| Suero | Serología (IgG) | Detectar exposición o infección persistente | |
| Recuperación | Sangre EDTA | Hemograma | Monitoreo de plaquetas y resolución de trombocitopenia |
| Sangre EDTA | PCR | Confirmar eliminación bacteriana (opcional) | |
| Suero | Serología | Monitoreo de anticuerpos (pueden permanecer meses) |
Anaplasmosis:
Fase aguda: 1 ml de sangre con EDTA
Fase subclínica: 1 ml de sangre con EDTA
🧬 Patogenia de Babesia spp
| Etapa / Mecanismo | Descripción | Consecuencia clínica / laboratorio |
| Transmisión | Inoculación por garrapatas (Rhipicephalus, Dermacentor) | Entrada de esporozoítos en el perro |
| Invasión de eritrocitos | Los esporozoítos invaden glóbulos rojos | Formación de trofozoítos intraeritrocitarios |
| Multiplicación | Reproducción asexual (fisión binaria) dentro de eritrocitos | Lisis de eritrocitos parasitados |
| Destrucción eritrocitaria directa | Ruptura de eritrocitos al liberar merozoítos | Anemia hemolítica intravascular |
| Destrucción eritrocitaria indirecta | Respuesta inmune con anticuerpos anti-eritrocito, fagocitosis esplénica | Anemia hemolítica extravascular |
| Respuesta inflamatoria | Activación de citocinas proinflamatorias (TNF-α, IL-1, IL-6) | Fiebre, anorexia, letargia |
| Alteraciones vasculares | Hemólisis masiva → hemoglobinemia, hemoglobinuria | Ictericia, daño renal, hipoxia tisular |
| Inmunosupresión | Disminución de la respuesta inmune celular y humoral | Mayor susceptibilidad a infecciones secundarias |
🧪 Muestras recomendadas según fase de Babesia spp
| Fase de infección | Muestras recomendadas | Pruebas más útiles | Comentarios |
| Aguda (clínica, parasitemia alta) | – Sangre entera con EDTA (venosa periférica) – Extendido sanguíneo (gota fina o gruesa) | – Frotis sanguíneo teñido (Giemsa, Wright) → visualización de parásitos intraeritrocitarios – PCR | Frotis es más sensible en esta fase. PCR confirma especie. |
| Subclínica / portador (baja parasitemia) | – Sangre entera con EDTA | – PCR (alta sensibilidad) – Serología (IFA, ELISA) | Frotis suele ser negativo. PCR detecta cargas bajas. |
| Crónica / recaídas | – Sangre entera con EDTA | – PCR para confirmar parasitemia residual – Serología (anticuerpos IgG) | Serología puede seguir positiva incluso después del control; PCR define si hay infección activa. |
Babesiosis.
Fase aguda: 1 ml de sangre con EDTA
Fase subclínica: 1 ml de sangre con EDTA
Muestra recomendada para PCR de leucemia viral felina
| Situación / fase | Muestra ideal | Comentarios |
| Infección activa (viremia) | Sangre entera con EDTA | Más utilizada y confiable. Detecta ARN/provirus en leucocitos y plaquetas. |
| Sospecha de infección latente (virus en médula ósea) | Aspirado o biopsia de médula ósea | Útil cuando antígeno (ELISA) y PCR en sangre son negativos pero se sospecha infección latente. |
| Infección tisular localizada | Tejidos linfoides (ganglio linfático, bazo, timo) | Recomendado en necropsias o biopsias si hay sospecha focal. |
| Infección en gatos jóvenes (transmisión vertical) | Sangre entera o médula ósea | En neonatos, la PCR es más sensible que el test de antígeno. |
*Desde el inicio de la replicación viral el hisopado faríngeo es una excelente muestra diagnóstica
Muestra recomendada para PCR de Sida felino
| Situación / fase | Muestra ideal | Comentarios |
| Infección temprana / aguda | Sangre entera con EDTA | Detecta provirus en linfocitos. PCR más sensible que ELISA en las primeras semanas post-infección. |
| Infección crónica / portador | Sangre entera con EDTA | FIV permanece integrado en linfocitos; PCR detecta infección latente. |
| Necropsia / diagnóstico post-mortem | Ganglios linfáticos, bazo, médula ósea | Útil si no hay sangre disponible o en estudios de tejidos específicos. |
Muestra recomendada para coronavirus
| Tipo de coronavirus | Muestra ideal | Comentarios |
| Coronavirus entérico (FECV) | Punción de linfonodulos, bazo e higado | Detecta virus que se replica en intestino. PCR positivo indica infección intestinal activa. |
| Coronavirus mutante / FIP (FIPV) | – Líquido de cavidad (abdomen o tórax) – Tejido afectado (ganglios linfáticos, hígado, bazo) – Sangre entera (menos sensible) | Detecta virus mutante que causa peritonitis infecciosa. PCR en heces no distingue FECV de FIPV; lo más confiable es líquido de cavidad o tejidos afectados. |
*Si hay signologia respiratoria lavado broncoalveolar es una muestra representativa y diagnóstica.
Muestra recomendada para neospora
| Situación / Fase clínica | Tipo de muestra recomendada para PCR | Comentarios |
| Abortos en bovinos o perros | Tejido fetal: cerebro, corazón, hígado, músculos esqueléticos | Cerebro es la muestra con mayor carga parasitaria, seguido de corazón y músculo. |
| Neonatos afectados | Tejidos múltiples (cerebro, corazón, hígado, músculo esquelético) | Ideal para confirmación post-mortem. |
| Animales con signos neurológicos | Líquido cefalorraquídeo (LCR), biopsia de músculo o cerebro (si es factible) | La sensibilidad es variable; LCR puede ser útil en infecciones activas. |
| Serología positiva / infección subclínica | Sangre con leucocitos (buffy coat) | La PCR en sangre tiene baja sensibilidad en infección crónica; mejor para fases agudas. |
| Embarazo en perras | Tejidos fetales si hay aborto, líquido amniótico | Similar a bovinos, cerebro y músculo son los más confiables. |
GUÍA PARA LA CORRECTA REMISIÓN DE MUESTRAS
HISTOPATOLOGÍA
1. Introducción
En este documento se presentan los lineamientos para el envío adecuado de muestras para diagnóstico histopatológico rutinario en medicina veterinaria. Se incluyen conceptos fundamentales sobre la fijación y conservación de tejidos, métodos de preparación de formalina y recomendaciones prácticas para evitar errores que afecten la calidad diagnóstica.
2. Fijadores
La fijación consiste en evitar la autólisis y descomposición de tejidos y células, preservando la arquitectura del tejido para el análisis microscópico. En general, los fijadores actúan de dos formas:
- Evitan la ruptura de membranas celulares y lisosomales, evitando la fuga de enzimas que causarían autodigestión (autólisis).
- Previenen la proliferación microbiana, evitando la descomposición o putrefacción del tejido.
Entre los diversos fijadores (etanol, glutaraldehído, Davidson), la formalina buferada al 10% es el fijador de elección para diagnóstico rutinario debido a su bajo costo, disponibilidad y compatibilidad con los procesos histotécnicos.
3. Conceptos sobre formaldehído, formol y formalina
Es común encontrar términos como formaldehído, formol, formalina pura, formalina ácida o formalina buferada. Para aclarar:
- Formaldehído: gas de uso industrial que no se emplea directamente en patología.
- Formalina pura: dilución comercial del formaldehído (37–40%). No debe usarse directamente sobre tejidos.
- Formalina ácida: formalina sin tamponar, con pH naturalmente ácido.
- Formalina buferada o tamponada: formalina ajustada a pH neutro (~7) con fosfatos. Es el fijador estándar.
La formalina pura nunca debe usarse directamente, ya que genera artefactos y altera la calidad de los cortes histológicos.
4. Formalina ácida vs. formalina buferada
En consenso, la formalina buferada al 10% es el fijador ideal. No obstante, en zonas rurales donde no sea posible acceder a reactivos tamponadores (como fosfatos monobásico y dibásico de sodio), puede emplearse formalina ácida al 10% con resultados aceptables.
La formalina ácida al 10% puede generar un artefacto llamado hematina ácida, un pigmento dorado-marrón sobre glóbulos rojos, que el patólogo debe reconocer para no confundirlo con lesión tisular.
5. Preparación de formalina al 10%
Relación base: 1 parte de formalina pura + 9 partes de agua (relación 1:9).
| Volumen final | Formalina pura | Agua |
| 100 mL | 10 mL | 90 mL |
| 500 mL | 50 mL | 450 mL |
| 1000 mL | 100 mL | 900 mL |
Materiales necesarios: – Vaso de precipitado o recipiente plástico medidor. – Probeta o jeringa graduada. – Recipiente de almacenamiento hermético.
Procedimiento: 1. Medir el volumen de agua (no es necesario que sea destilada; el agua de llave es suficiente). 2. Agregar la formalina pura al agua (nunca al revés). 3. Mezclar suavemente y almacenar en frasco cerrado, en lugar fresco y protegido de la luz solar.
Precauciones: – Usar guantes, tapabocas y gafas protectoras. – Realizar la preparación en ambiente ventilado.
6. Conservación de tejidos obtenidos por biopsia
La formalina al 10% fija el tejido a una velocidad de 0.5 cm cada 12 horas, con poder de penetración de 2 cm en 24 horas. Esto implica que muestras de mayor grosor no se fijarán adecuadamente.
Errores frecuentes: – Enviar muestras >2 cm sin cortes. – No usar suficiente volumen de fijador. – No marcar márgenes quirúrgicos.
Recomendaciones prácticas: – Espesor máximo recomendado: 2 cm. – Seccionar tejidos grandes en láminas de 1–2 cm. – Relación mínima muestra:formalina = 1:3, idealmente 1:9. – Marcar márgenes quirúrgicos con sutura para orientar al patólogo.
Una fijación deficiente puede generar autólisis y deteriorar la interpretación histopatológica, provocando reportes del tipo “los cambios autolíticos impiden un diagnóstico preciso”.
7. Conservación de tejidos en necropsias
La histopatología es útil no solo en tumores, sino también para confirmar causas de muerte o infecciones. En necropsias:
- Tomar muestras de ≤2 cm de grosor de cada órgano.
- Preferir varios fragmentos pequeños a uno grande.
- Puede colocarse más de un órgano en un mismo frasco, siempre que haya suficiente formalina.
- Identificar las muestras (órgano o región anatómica).
Una fijación insuficiente en muestras grandes o vísceras completas afecta la calidad de los montajes histológicos y puede impedir un diagnóstico confiable.
8. Cantidad de formalina recomendada
La literatura recomienda una relación 1 parte de tejido : 9 partes de formalina al 10%. En la práctica, una proporción de 1:3 puede ser suficiente si las muestras son pequeñas y adecuadamente cortadas.
| Relación | Descripción | Resultado |
| 1:9 | Recomendación ideal | Fijación óptima |
| 1:3 | Adecuado (experiencia práctica) | Fijación buena |
| <1:3 | Inadecuado | Riesgo de autólisis |
9. Preguntas frecuentes sobre fijación de tejidos
- ¿Se deben refrigerar las muestras en formalina?
No. No requieren refrigeración ni geles refrigerantes. - ¿Qué hago si no tengo formol?
Excepcionalmente, puede conservarse la muestra en alcohol al 70% durante máximo 4 horas, siempre en refrigeración. Luego debe transferirse a formalina. - ¿Cuánto tiempo se conserva una muestra en formalina?
Una vez fijada, puede mantenerse años sin descomponerse. - ¿Cuánto tiempo debe dejarse una muestra pequeña en formol?
Hasta 24 horas. - ¿Cómo se procesan las muestras grandes?
Cortarlas sobre su superficie, lavar el exceso de sangre y sumergirlas en suficiente formalina. - ¿Puedo fijar tejidos en formalina pura?
No, genera artefactos que comprometen la calidad diagnóstica. - ¿Qué otro fijador puedo usar si no tengo formalina?
Alcohol al 70% temporalmente. No usar solución salina, ya que no preserva tejidos. - ¿Puedo congelar muestras para diagnóstico histopatológico?
No. La congelación destruye las estructuras celulares. - ¿El recipiente debe ser de material especial?
Puede ser de vidrio o plástico, con boca ancha y tapa hermética. - ¿Puedo enviar varios órganos en un mismo frasco?
Sí, siempre que estén bien fijados y haya suficiente formalina. - ¿Puedo analizar tejidos con autólisis?
No se recomienda, aunque a veces puede intentarse con fines orientativos (por ejemplo, fetos o cadáveres en descomposición moderada).
10. Consideraciones finales
Una fijación correcta garantiza montajes histológicos de buena calidad y diagnósticos confiables. Los errores más comunes (muestras grandes, volumen insuficiente de fijador, tejidos con sangre o mal identificados) comprometen el análisis y prolongan los tiempos de entrega.
Recuerde: – Espesor máximo de la muestra: 2 cm.
– Relación ideal muestra:formalina 1:9.
– Evite congelar, refrigerar o dejar sin fijador.
Autoría
Autor original: Dr. Carlos Felipe Orjuela Acosta, MVZ.
Modificado y actualizado por: Dra. Yuliana Zarabanda Pinzón, MVZ, Esp. Citología y Análisis Clínicos.
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